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蛋白純化系統(tǒng)中親和純化常見問題我們?nèi)绾谓鉀Q?
  • 發(fā)布日期:2021-08-23     信息來源:      瀏覽次數(shù):5298
    • 那么下面上海嘉鵬科技有限公司為大家簡單介紹一下關(guān)于蛋白純化系統(tǒng)中親和純化常見問題我們?nèi)绾谓鉀Q?

      感謝使用上海金鵬蛋白純化系統(tǒng)Blupadstart進行蛋白純化分離實驗。
      1. 鎳柱使用中出現(xiàn)棕色是怎么回事?
      出現(xiàn)這樣的情況,主要是緩沖液中 DTT 的影響, DTT 會對鎳柱的顏色和純化效率有很大的影響,在堿性的緩沖液條件下鎳離子會被 DTT 還原生成
      棕色的沉淀,所以所有鎳柱的生產(chǎn)商都強調(diào)要盡量避免 DTT 的參與(一般的鎳柱耐受小于 5mM DTT,推薦緩沖液中不要超過2mM DTT)。
      2. 通過 His 標(biāo)簽純化的蛋白,雜帶比較多,如何改進?
      (1)如果蛋白純化的是上清,蛋白酶會部分降解目的蛋白,可通過加多種蛋白酶控制劑改進。
      (2)可提高雜蛋白與鎳柱結(jié)合起始咪唑濃度,以降低雜蛋白與鎳柱的親和力。
      (3)雜蛋白和目的蛋白結(jié)合,可通過超聲前加入去垢劑的方式消除(1%-2%Tritonx-100)。
      3. 鎳柱堵了怎么辦?
      (1)柱子發(fā)生堵塞,可能是樣品中細(xì)胞碎片或其他雜顆粒所致,所以樣品一定要高速離心。
      (2)上清純化時,蛋白發(fā)生變性,有絮狀物產(chǎn)生,趕緊加入 1-2mM DTT (上清樣品處理要在冰浴中進行),還不行加尿素變性,使其在變形環(huán)境下。
      (3)樣品處理時的料液比不要太小,否則黏度大,或者導(dǎo)致蛋白析出或變性,料液比要在1/10-1/15 之間較適宜。
      4. 純化過程中,蛋白出現(xiàn)了渾濁,怎么辦?
      (1)出現(xiàn)渾濁,說明蛋白處在不穩(wěn)定的環(huán)境中或者自身就不穩(wěn)定,所以要檢查緩沖體系是否正確,環(huán)境是否低溫,或在緩沖液中加入還原劑 DTT。
      (2)加入肌氨酸鈉,迅速使蛋白變性,消除渾濁現(xiàn)象。
      5. 如何處理樣品,可使其初步提純(如何洗去蛋白的自身帶)?
      (1)上清樣品處理,要加入去污劑,蛋白酶控制劑,還原劑,還要注意溫度及超聲破碎的參數(shù)。
      (2)去大腸桿菌自身帶(兩條 30KD-40KD)可用非變性緩沖液超聲懸?。尤肴ス竸?,離心 6000r/min,30min,10℃。(若效果不夠可繼續(xù)上述步驟)。
      (3)大腸桿菌包涵體的洗滌,可用包涵體洗液多洗幾遍,也可用 1M/2M/4M/8M 尿素逐步溶解,可選取其中純度較佳的。
      (4)可用硫酸銨沉淀法,初步提純。
      6. 蛋白掛在柱子上洗脫不下來,怎么解決?
      (1)洗脫條件太溫和(組氨酸標(biāo)記的蛋白質(zhì)仍然結(jié)合在柱上,結(jié)合力較強) 策略:用增加咪唑的梯度洗脫或降低 pH 來找出較佳的洗脫條件。
      (2)降低 PH 的方法洗脫的,因 為若 PH 低于 3.5,會導(dǎo)致鎳離子脫落 策略:改變洗脫辦法,咪唑競爭性洗脫
      (3)蛋白已沉淀在柱上 策略:減少上樣量和孵育的時間,試用去污劑(1%-2%Tritonx-100)或改變 NaCl 的濃度,或在變性條件下洗脫(用 8M 脲,或 6M 鹽酸胍),也可在洗脫 Buffer中加入 2mMDTT 或者 0.5%肌氨酸鈉進行洗脫。
      (4)非特異性疏水或其他相互反應(yīng) 策略:加非離子去污劑到洗脫緩沖液(如,2%Triton X-100)或增加 NaCl 的濃度。
      7. 沒能純化到帶 His 標(biāo)簽的蛋白,蛋白都流穿了(未掛柱)?
      (1)超聲的功率不對(太大,蛋白炭化,太小,蛋白沒有釋放) ;
       策略:改變超聲功率,并在超聲前加入溶菌酶。
      (2)樣品或者是結(jié)合緩沖液不正確 ;
      策略:檢測 pH 及樣品和結(jié)合緩沖液的組成份(EDTA)。
      (3)組氨酸的標(biāo)簽沒有*的暴露 ;
       策略:在變性條件下(用 8M 脲,6M 鹽酸胍,1%SDS) 并加入 1-2mMDTT 進行純化。
      (4)His 標(biāo)簽丟失;
      策略 1:WB 或者 anti-his 的抗體檢查 His 是否表達,上游構(gòu)建,改變his-tag 的位(C-terminal or N-terminal),必要時增加 his 個數(shù)(常用 6-10 個);
      策略 2:孵育的時間不夠,降低流速和增加孵育的時間;
      策略 3:改變螯合的金屬離子,尋找到較佳的結(jié)合金屬離子。
      Ni2+通常是從宿主細(xì)胞蛋白中純化大多數(shù)(組氨酸)6 標(biāo)記的重組蛋白質(zhì)的金屬離子,也是一般常用的離子。蛋白和金屬離子之間的結(jié)合強度受幾種因素影響,包括長度、位置、親和標(biāo)記在蛋白的暴露程度、所用離子的類型、以及緩沖液的 pH,因此一些蛋白用其他離子可能更容易地進行純化而不用 Ni2+。可以利用 Hitrap IMACHP 來篩選不同的金屬離子。

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